Blog

Dec 04, 2023

Dysbiose cutanée et biofilm de Cutibacterium acnes dans les lésions acnéiques inflammatoires de l'adolescent

Rapports scientifiques volume 12,

Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 21104 (2022) Citer cet article

2744 accès

3 Citations

2 Altmétrique

Détails des métriques

L'acné vulgaire est une maladie inflammatoire courante qui touche plus de 80 % des jeunes adolescents. Cutibacterium acnes joue un rôle dans la pathogenèse des lésions acnéiques, bien que les mécanismes soient mal connus. L'étude visait à explorer le microbiome à différents sites cutanés dans l'acné chez les adolescents et le rôle de la production de biofilm dans la promotion de la croissance et de la persistance des isolats de C. acnes. L'analyse du microbiote a montré une diversité alpha significativement plus faible dans les lésions inflammatoires (LA) que dans les lésions non inflammatoires (NI) des patients acnéiques et des sujets sains (HS). Les différences au niveau des espèces étaient dues à la surabondance de C. acnes sur LA que sur NI et HS. Le phylotype IA1 était plus représenté dans la peau des patients acnéiques que dans l'HS. Des gènes impliqués dans le transport et le métabolisme des lipides, ainsi que des facteurs de virulence potentiels associés à la colonisation des tissus hôtes, ont été détectés dans toutes les souches IA1 indépendamment du site d'isolement. De plus, les isolats IA1 étaient plus efficaces pour l'adhésion précoce et la production de biomasse que les autres phylotypes montrant une augmentation significative de la tolérance aux antibiotiques. Dans l'ensemble, nos données indiquent que la dysbiose spécifique au site dans LA et la colonisation par des phylotypes virulents et hautement tolérants de C. acnes peuvent contribuer au développement de l'acné dans une partie de la population, malgré le portage universel du micro-organisme. De plus, de nouveaux agents antimicrobiens, ciblant spécifiquement C. acnes formant un biofilm, peuvent représenter des traitements potentiels pour moduler le microbiote cutané dans l'acné.

L'acné vulgaire est une affection cutanée inflammatoire chronique de l'unité pilo-sébacée, affectant 67 à 95 % des adolescents dans le monde1,2,3. Chez les adultes, sa prévalence et son incidence ont augmenté, en particulier chez les femmes4,5,6. L'impact psychologique de l'acné est important, causant un impact néfaste sur la qualité de vie7,8. L'acné se caractérise par une production accrue de sébum, entraînant des comédons non inflammatoires (NI) et des lésions inflammatoires (LA) telles que des papules, des pustules ou des nodules, principalement sur le visage, le dos et la poitrine9. L'étiologie est associée à des modifications de la production de sébum sous contrôle androgénique, à un processus de kératinisation altéré et à une libération accrue de médiateurs inflammatoires10,11,12,13. La dysbiose et la colonisation folliculaire par Cutibacterium acnes ont été associées à la physiopathologie de l'acné inflammatoire14,15. Cependant, le rôle de C. acne reste incertain du fait de sa distribution ubiquitaire aussi bien dans les zones sébacées de la peau saine que dans les lésions acnéiques inflammatoires et de sa densité très variable dans la peau des différents individus15. Bien que généralement considérée comme une bactérie à faible virulence et un commensal de la peau humaine, C. acnes peut être considérée comme un pathogène opportuniste associé à des infections invasives de la peau et des tissus mous et à des infections associées aux implants16,17,18. En effet, C. acnes, en produisant de multiples facteurs de virulence tels que les lipases, les protéases et les facteurs Christine Atkins Munch-Petersen (CAMP), peut déclencher une inflammation et endommager les tissus de l'hôte19,20,21,22,23,24. En outre, la prolifération de C. acnes dans l'unité pilo-sébacée peut induire la régulation à la hausse de différentes cytokines pro-inflammatoires par les kératinocytes, les sébocytes ou les cellules mononucléaires du sang périphérique25,26,27,28. Les souches de C. acnes sont classées dans les six phylotypes IA1, IA2, IB, IC, II et III, corrélés avec une distribution corporelle variable, des conditions cliniques, un profil de sensibilité aux antimicrobiens et des propriétés inflammatoires29,30,31,32. C. acnes IA1 est le phylotype prédominant isolé de l'acné modérée à sévère. En revanche, les phylotypes IB, II et III sont plus souvent isolés des tissus mous et des infections d'implants médicaux33,34,35. Notamment, les isolats IA1 présentent un profil plus virulent, notamment une plus grande production de β-défensine 2 à partir de kératinocytes en culture et des niveaux d'activité lipase plus élevés que les autres phylotypes associés à une peau saine36,37. Ces observations suggèrent que la perte apparente de diversité phylotypique chez les patients acnéiques et la dominance des souches virulentes IA1 peuvent refléter un changement dysbiotique au sein d'un follicule lié à des changements microenvironnementaux38. En particulier, la production de biofilm a été liée à des phylotypes spécifiques de C. acnes, suggérant ainsi une association possible avec la colonisation chronique de l'unité pilo-sébacée observée chez les patients acnéiques39,40,41,42. Des travaux antérieurs ont démontré que C. acnes forme des biofilms dans les follicules des patients acnéiques43, suggérant que cette condition peut conduire à un déséquilibre homéostatique du microbiote15. En effet, la persistance bactérienne chronique et la rechute après antibiothérapie sont fortement révélatrices d'une colonisation liée au biofilm44. Bien que le biofilm soit considéré comme un facteur principal qui assure la persistance de C. acnes pendant le traitement antibiotique de l'acné 45, les facteurs qui favorisent l'adhésion précoce des bactéries et la formation de biofilm n'ont pas encore été identifiés46. Cette étude a analysé le processus de colonisation par C. acnes et sa relation avec le microbiote cutané chez des patients atteints d'acné sévère de NI et LA et des sujets sains (HS). En outre, en utilisant une approche métagénomique, nous avons caractérisé le fond génétique et la production de biofilm dépendante du phylotype des isolats de C. acnes en ce qui concerne la dynamique de l'adhérence précoce, la quantité globale de biomasse du biofilm et la morphologie. Enfin, nous avons également étudié la contribution du biofilm à la tolérance aux antibiotiques des isolats de C. acnes.

Au total, dix patients atteints d'acné vulgaire sévère et dix sujets témoins sains (HS), sans antécédent d'acné, ont été inclus dans l'étude. Les deux groupes ont été appariés pour l'âge et le sexe. Les caractéristiques démographiques et cliniques sont résumées dans le tableau 1.

Analyse de 2 275 010 lectures (nombre min. de lectures : 43 111 ; nombre max. de lectures : 187 496) regroupées en 2037 taxons. Plus précisément, 2 139 830 lectures regroupées en 916 taxons ont été collectées après filtrage des singletons et des taxons avec une prévalence inférieure à 5 %. Après raréfaction à une profondeur d'échantillonnage de 40 000 lectures, 880 taxons ont été récupérés et la diversité alpha et bêta a été évaluée. Deux échantillons ont été exclus des 10 contrôles sains en raison de la faible qualité et de la taille de la bibliothèque.

La diversité alpha de la peau de dix sujets sains (HS) et des lésions non inflammatoires (NI) et inflammatoires (LA) de dix patients acnéiques a été évaluée à l'aide de l'indice de diversité de Shannon et de l'indice d'uniformité de Pielou. Fait intéressant, une diminution significative (P = 0,0002) de l'indice de Shannon a été observée à la fois dans NI (Moyenne ± SD = 2,39 ± 0,41) et LA (Moyenne ± SD = 1,86 ± 0,26) par rapport à HS (Moyenne ± SD = 2,95 ± 0,39), (Fig. 1a). De même, une diminution significative (P = 0,0004) de l'indice Pielou a été signalée dans les échantillons NI (Moyenne ± SD = 0,45 ± 0,07) et LA (Moyenne ± SD, 0,37 ± 0,05) que dans HS (Moyenne ± SD, 0,54 ± 0,07), (Fig. 1a). La diversité bêta de Bray Curtis, représentée par l'analyse des coordonnées principales (PCoA), a corroboré les résultats précédents montrant une clusterisation spatiale distinctive des échantillons HS et des sujets avec LA (test PERMANOVA : P = 0,001, R2 = 0,3522) (Fig. 1b).

La perte de diversité caractérise l'acné inflammatoire. Le microbiote cutané a été évalué sur des échantillons prélevés sur la peau de dix sujets sains (HS) et les lésions non inflammatoires (NI) et inflammatoires (LA) de dix patients acnéiques. ( a ) La diversité alpha a été calculée à l'aide de l'indice de diversité de Shannon (HS vs NI, P = 0, 0209; HS vs LA, P <0, 0001; LA vs NI, P = 0, 0118) et l'indice Pielou Evenness (HS vs NI, P = 0, 0241; HS vs LA, P < 0, 0001; LA vs NI, P = 0, 0136). Les différences statistiques ont été déterminées à l'aide du test de Kruskal-Wallis. ( b ) La diversité bêta de Bray Curtis a été calculée au niveau du genre et représentée sous forme d'analyse des coordonnées principales (PCoA). Le test PERMANOVA a été utilisé pour évaluer la signification. *, P < 0,05 ; **, P < 0,01 ; ***, P < 0,001, ****, P < 0,0001.

Des différences importantes dépendant du site ont été identifiées dans l'abondance bactérienne au niveau du phylum et du genre (Fig. 2). L'abondance relative des Actinobactéries a augmenté dans les spécimens LA par rapport à ce qui a été observé pour les Firmicutes et les Protéobactéries (Fig. 2a). En conséquence, l'abondance relative des actinobactéries représentait 30 % de la communauté microbienne dans HS, 38 % dans NI et augmentait à 71 % dans LA (P < 0,001). Différemment, les Firmicutes et les Protéobactéries sont apparues plus abondantes dans HS (38 % et 32 %) et NI (32 % et 29 %) par rapport à LA (13 %, 5 %).

Variation du microbiote entre sujets sains et patients acnéiques. Le microbiote cutané a été évalué sur des échantillons prélevés sur la peau de dix sujets sains (HS) et sur les lésions non inflammatoires (NI) et inflammatoires (AL) de 10 patients acnéiques. Les abondances relatives au niveau du phylum (a) et des huit genres principaux (b) ont été représentées dans un diagramme à barres empilées. (c). L'abondance relative a été évaluée au niveau de l'espèce pour les abondances relatives de Cutibacterium acnes, Staphylococcus aureus et Staphylococcus epidermidis. L'importance a été évaluée à l'aide du test statique de Kruskal Wallis. *, P < 0,05 ; **, P < 0,01 ; ***, P < 0,001, ****, P < 0,0001.

Un point à noter est que NI est apparu plus variable que les spécimens HS et LA, en particulier en ce qui concerne les abondances de Firmicutes et de Proteobacteria. La relation inverse observée pour les phylums Firmicutes et Actinobacteria a été confirmée en analysant les dix principaux genres (Fig. 2b). La différence la plus spectaculaire était la dominance de Propionibacterium et la réduction de l'abondance relative du genre Staphylococcus à LA par rapport à HS et NI. Au niveau de l'espèce (Fig. 2c), Cutibacterium acnes a montré une différence significative entre les différents sites (P <0, 0001). À l'inverse, l'abondance relative de Staphylococcus aureus et de Staphylococcus epidermidis n'a pas changé de manière significative dans HS, NI et LA.

Pour déterminer les caractéristiques des C. acnes cultivables, des colonies bactériennes ont été isolées à partir de peau de site correspondant chez des témoins sains (N10) et des patients souffrant d'acné (N10). Les résultats WGS des isolats de C. acnes sont rapportés dans le tableau 2. Les 20 souches ont été réparties entre cinq complexes clonaux (CC), le plus fréquent étant CC1 (n = 9 ; 45,0 %), suivi de CC3 (n = 5 ; 25 %) et CC4, CC5 et CC6 (n = 2 ; 10 % chacun). La distribution globale des CC a montré une différence significative entre HS et LA (P = 0,03). Le phylotype de C. acnes le plus représenté était IA1 (n = 16 ; 80 %) suivi des souches de type IB (n = 2 ; 10 %) et II (n = 2 ; 10 %). L'analyse du phylotype a révélé une différence significative dans la distribution entre HS et LA (P = 0,03), les IA1 étant significativement plus abondants dans LA que dans HS (P = 0,03).

Le nombre de séquences putatives codant pour les protéines dans différents génomes variait entre 2332 et 2427, avec une moyenne de 2380. Pour évaluer la conservation génomique des isolats de C. acnes, les séquences codantes ont été utilisées pour déterminer le pan-génome. Cette analyse a révélé un total de 2769 gènes représentant le pan-génome de 20 souches de C. acnes. Pour étudier les déterminants génétiques différenciant les différents isolats de C. acnes, des gènes uniques ont été identifiés en interrogeant l'ensemble des gènes spécifiques au groupe. Plus précisément, 305 gènes sont apparus de manière unique dans les souches de C. acnes isolées de HS, tandis que 104 gènes uniques ont été identifiés dans C. acnes isolé de LA (Fig. 3a).

Gènes communs et uniques dans 20 souches de C. acnes. Les diagrammes de Venn montrent la distribution des gènes partagés et uniques entre (a) les souches de C. acnes de sujets sains (HS) et la zone lésionnelle des patients acnéiques (LA) et (b) les phylotypes IA1 et IB/II. Les régions qui se chevauchent montrent les gènes conservés dans les souches. Le nombre entre parenthèses représente les gènes uniques présents dans toutes les souches d'un groupe particulier. ( c ) Le graphique à barres empilées des proportions des catégories fonctionnelles du groupe de gènes orthologues (COG) est basé sur les gènes uniques de tous les groupes. Le n au-dessus de chaque groupe indique le nombre absolu de COG identifiés dans chaque groupe. ( d ) Les catégories de la matrice de similarité représentent la présence (bleu; +) ou l'absence (rouge, -) de gènes de virulence de C. acnes et de gènes spécifiques au phylotype.

Néanmoins, aucun gène unique n'était présent dans toutes les souches isolées de différents sites cutanés.

Les gènes uniques et principaux au sein des phylotypes ont été identifiés pour étudier plus avant le regroupement possible dans les isolats de C. acnes (Fig. 3b). L'analyse génétique a révélé que le phylotype IA1 contenait un plus grand nombre de gènes uniques (2559) que le IB/II (2532). Les analyses de gènes uniques ont montré que 237 gènes apparaissaient uniquement dans le phylotype IA1 tandis que 210 caractérisaient le groupe IB / II (Fig. 3b). Sur les 237 gènes uniques, 25 étaient présents dans toutes les souches de type IA1 et 21 dans les souches IB/II, représentant le contenu génétique clé distinguant les souches de type IA1 des clades IB/II (Fig. 3b). Les catégories fonctionnelles ont été analysées et rapportées sur la Fig. 3c. Notamment, sur les 237 gènes uniques présents dans IA1, 43,9 % ont été affectés à des fonctions spécifiques, tandis que 56,1 % sont restés avec des fonctions inconnues. De même, dans IB / II, 44, 3% des 210 gènes uniques ont été attribués à des fonctions particulières et 55, 7% avaient des fonctions inconnues (Fig. 3c). Fait intéressant, pour le phylotype IA1, cinq gènes uniques avec des fonctions connues ont été identifiés (acsA, clpS, dppB, rcsB, ytpA). En particulier, AcsA et RcsB sont positivement impliqués dans la formation de biofilms chez différentes espèces bactériennes. ClpS est un produit génique essentiel impliqué dans un mécanisme hautement conservé qui cible des protéines spécifiques à détruire chez les procaryotes et les eucaryotes ; DppB est un transporteur dipeptide ABC nécessaire à la croissance bactérienne, et la lysophospholipase YtpA est un facteur de virulence chez C. acnes contribuant à la dégradation et à l'inflammation des tissus de l'hôte. Les clades de type IB/II ne présentaient qu'un seul gène unique avec une fonction connue partagée par toutes les souches, la Shikimate kinase gntK. Gènes putatifs du facteur de virulence, codant pour la protéine d'acquisition du fer (HtaA), les protéines de choc thermique (DnaK, DnaJ et GroEL), le gène luxS, impliqué dans la synthèse de l'autoinducteur 2, l'oxygénase radicalaire RoxP et les facteurs Christie-Atkins-Munch-Petersen (CAMP) 1, CAMP 2 et CAMP 4 étaient omniprésents dans chaque souche de C. acnes et non associés à un génotype spécifique s (Fig. 3d). L'activité co-hémolytique du facteur CAMP a ensuite été confirmée sur des plaques de gélose au sang pour tous les isolats de C. acnes. Pour déchiffrer davantage la relation entre les souches de phylotype IA1, nous avons généré un arbre phylogénomique basé sur l'alignement des variantes du génome de base et un arbre phylogénétique basé sur les variations alléliques du pangénome de base (informations supplémentaires). Les arbres montraient les échantillons regroupés par complexe clonal et typage de séquence, mais pas par site cutané (HS vs LA).

Les biofilms de Cutibacterium acnes sont fréquemment observés chez les patients acnéiques47. De plus, l'analyse de regroupement hiérarchique a indiqué que les gènes AcsA et RcsB liés au biofilm étaient présents dans les isolats IA1 mais pas dans IB/II, suggérant des différences possibles dans la production de biofilm. Par conséquent, la capacité de formation de biofilm de différents isolats de C. acnes a été étudiée. Tout d'abord, la cinétique d'adhésion bactérienne précoce a été mesurée à 0, 1, 3, 5, 7 et 24 h. Aucune différence significative dans la formation précoce du biofilm des souches de C. acnes de HS et LA n'a été observée au cours de toutes les périodes analysées (Fig. 4a). De plus, comme IA1 a colonisé à la fois HS et LA, la cinétique de formation précoce du biofilm a été analysée sur les groupes de phylotypes. En particulier, les souches de C. acnes appartenant aux phylotypes IA1 étaient significativement plus rapides dans la formation précoce du biofilm que les phylotypes IB/II, après 1 (P = 0,0016), 3 (P = 0,0004), 5 (P < 0,0001) et 7 (P < 0,0001) heures. Néanmoins, après 24 h, toutes les souches analysées ont obtenu une inhibition comparable des microparticules magnétiques indépendamment du phylotype.

Formation de biofilm de souches de C. acnes. a La cinétique d'adhésion bactérienne a été mesurée à l'aide du BioFilm Ring Test pour les souches de C. acnes isolées de sujets sains (HS) et de la peau lésionnelle de patients acnéiques (LA) et (b) selon les phylotypes IA1, IB, II. C. acnes ATCC 1182 a été utilisé comme souche témoin de référence. Les erreurs standard moyennes et correspondantes pour trois expériences indépendantes d'échantillons en double pour chaque point dans le temps sont indiquées. ( c, d ) La quantité de biomasse de biofilm après 72 h a été mesurée par les dosages du cristal violet (densité optique (DO) à 595 nm). Les erreurs standard moyennes et correspondantes pour trois expériences indépendantes d'échantillons en double pour chaque point dans le temps sont indiquées. ( e ) Image en microscopie confocale de la formation de biofilms de différents isolats de C. acnes et de C. acnes ATCC 1182 après 72 h d'incubation dans du BHI à 37 ° C. L'importance a été évaluée à l'aide du test statique de Kruskal Wallis. *, P < 0,05 ; **, P < 0,01 ; ***, P < 0,001, ****, P < 0,0001.

La formation de biofilm a été quantifiée en outre en déterminant la biomasse avec du cristal violet (CV) 72 h après l'incubation (Fig. 4b). Les souches isolées de LA ont produit un niveau de biomasse comparable à celles de HS et C. acnes 11827 ATCC (Fig. 4c, d). Notamment, les isolats IA1 ont formé significativement (P = 0, 0004) plus de biofilm que les souches IB / II, ce qui suggère que le phylotype a eu un impact sur la production de biomasse plutôt que sur le site d'isolement (Fig. 4d).

La morphologie des biofilms a également été étudiée par microscopie confocale (Fig. 4e) pour les souches de référence C. acnes 11827 ATCC et les phylotypes IA1, IB et II. La plupart des isolats de C. acnes ont produit un biofilm épais après 72 h, comme l'indique la présence d'agrégats cellulaires et de piliers de plus de 20 µm (projection z). Conformément aux résultats obtenus par les tests sur plaque de microtitration, les isolats IA1 présentaient une biomasse et une épaisseur accrues par rapport aux isolats IB et II.

La matrice du biofilm de C. acnes est composée de glucides, de protéines et d'eDNA48. L'impact de la DNase I et de la protéinase K sur les biofilms a été utilisé pour étudier la contribution de l'ADNe et des protéines dans l'adhésion précoce et la formation de biofilm49. Le traitement avec la DNase I et la protéinase K a entraîné une réduction substantielle de l'attachement initial aux surfaces abiotiques des souches de C. acnes de tous les phylotypes (Fig. 5). Cependant, le traitement à la DNase I a montré une réduction significative (P < 0,001) par rapport à la protéinase K dans l'attachement initial des souches de C. acnes, ce qui suggère que l'ADNe est essentiel pour l'adhésion initiale. En particulier, la réduction de l'attachement initial aux surfaces abiotiques de C. acnes est significativement plus prononcée dans les phylotypes IB/II par rapport à IA1 (Fig. 5).

La DNase I et la protéinase K réduisent l'adhérence de C. acnes. Comparaison de l'ADN et des protéines extracellulaires sur l'adhésion de surface précoce pour les phylotypes IA1 et IB/II. Les résultats sont exprimés en différences relatives (Eq. 1) dans les quantités de biofilm telles que mesurées par le BioFilm Ring Test après 6 h d'incubation en présence de DNase et de Proteinase K par rapport aux souches témoins non traitées. Les données représentent les moyennes et les erreurs standard correspondantes de deux expériences indépendantes analysées en double ; *, P < 0,05 ; **, P < 0,01 ; ***, P < 0,001, ****, P < 0,0001 en utilisant le test de Mann-Whitney.

L'activité de différents antibiotiques par la concentration minimale inhibitrice (CMI) et la concentration minimale d'éradication du biofilm (MBEC) a été mesurée dans la croissance du plancton et du biofilm sur les dix souches de phylotype IA1 de C. acnes isolées de LA. Les valeurs de CMI pour chaque antibiotique sont résumées dans la Fig. 6. Les profils de sensibilité ont apparemment contredit l'absence de réponse à plusieurs anti-C. agents acnes pendant le traitement de l'acné44. Étant donné que toutes les souches étaient des producteurs importants de biofilms, nous avons ensuite évalué la corrélation potentielle avec la tolérance accrue aux antibiotiques. À cette fin, les profils de sensibilité aux antimicrobiens ont été évalués dans des isolats microbiens se développant dans des biofilms.

Tolérance aux antimicrobiens des isolats de C. acnes. (a) Test de sensibilité aux antimicrobiens contre dix souches de C. acnes (phylotype IA1) isolées de la peau lésionnelle de patients acnéiques en croissance planctonique et de biofilm mesurée en concentration minimale inhibitrice (MIC) et en concentration minimale d'éradication du biofilm (MBEC) pour les antibiotiques indiqués. (b) Carte thermique montrant la tolérance au biofilm (BT), calculée comme le rapport MBEC/MIC pour l'ampicilline, la benzylpénicilline, la clindamycine et la doxycycline. Le jaune indique des valeurs de BT élevées et le bleu représente un BT faible pour les antibiotiques indiqués. Les différences statistiques ont été déterminées à l'aide du test de Kruskal-Wallis, suivi du test post hoc de Dunn pour les comparaisons multiples.

Les carbapénèmes, l'amoxicilline/acide clavulanique, la pipéracilline/tazobactam et la vancomycine étaient les antibiotiques les plus efficaces contre les biofilms de C. acnes avec une MBEC comparable aux valeurs de la CMI. Cependant, les C. acnes en biofilm ont montré une augmentation significative de la tolérance à l'ampicilline (P = 0,003), à la benzylpénicilline (P < 0,001), à la clindamycine (P < 0,001) et à la doxycycline (P < 0,001). Ainsi, le rapport MBEC / MIC, qui indique le facteur d'augmentation de la dose antimicrobienne nécessaire pour inhiber ou tuer les cellules de C. acnes dans les biofilms par rapport à la croissance planctonique, a été utilisé pour quantifier le score de tolérance au biofilm (BT) (Fig. 6b). Les valeurs maximales de BT rapportées pour la clindamycine étaient de 32,1 et 17,6, et les valeurs médianes de BT pour les antimicrobiens testés se situaient entre 2 (benzylpénicilline) et 4 (clindamycine et doxycycline).

Cutibacterium est l'un des genres les plus abondants dans la peau, en particulier dans les zones d'atteinte du sébum50, et sa prolifération a été largement associée à l'acné51,52. Cependant, le rôle spécifique dans la physiopathologie de l'acné vulgaire reste incertain. Pour tenir compte de la complexité de l'environnement microbien cutané, nous avons analysé le microbiote dans différents quartiers cutanés de patients sains et acnéiques. Notre étude a mis en évidence des différences statistiquement significatives de diversité alpha et bêta entre la peau des sujets sains et les lésions inflammatoires des patients acnéiques. Plus précisément, la diversité alpha moyenne était significativement réduite dans LA par rapport à HS. Ces données suggèrent que les conditions anaérobies et riches en lipides au sein de l'unité pilosébacée des lésions acnéiques inflammatoires peuvent fournir un microenvironnement optimal pour la croissance de C. acnes, limitant ainsi les concurrents potentiels53,54. Des études métagénomiques antérieures ont révélé que les abondances relatives de C. acnes ne diffèrent pas significativement entre l'acné et les sujets sains55,56,57. Cependant, la différence dans la distribution de C. acnes pourrait être attribuée à plusieurs variables, y compris les procédures de séquençage et les méthodes d'échantillonnage56. La stratégie de séquençage et la sélection des amorces pour l'analyse du gène de l'ARNr 16S sont des facteurs critiques dans la caractérisation des compositions des communautés cutanées bactériennes58. Par exemple, les régions V1-V3 du gène de l'ARN 16S avaient une plus grande précision que la région V4 dans la définition de la classification au niveau du genre et de l'espèce des principales bactéries cutanées59. En particulier, le séquençage V4 a entraîné une évaluation inexacte des principales bactéries cutanées montrant une abondance relative plus faible de S. epidermidis et C. acnes et une abondance relative plus élevée de S. aureus par rapport au séquençage V1–V359. Sur la base de ces données, nous avons sélectionné la région V1-V3, ce qui nous a permis de récupérer efficacement les espèces Cutibacterium et Staphylococcus définissant des profils de communauté microbienne cutanée impartiaux et identifiant les biomarqueurs microbiens potentiels associés à l'acné. Le site et la technique d'échantillonnage peuvent également affecter le résultat de l'analyse basée sur le séquençage du microbiome cutané60. Des études antérieures ont rapporté qu'un écouvillon est une technique fiable pour analyser le microbiome de la peau, comparable à la méthode de bande adhésive61,62. Dans notre étude, des échantillons de microbiome ont été prélevés par la technique d'écouvillonnage directement sur les sites LA et NI pour chaque patient et comparés à la même zone de HS, fournissant une caractérisation restreinte de la population microbienne locale. La possibilité de collecter des échantillons de microbiome de la peau lésionnelle peut avoir donné des résultats plus ciblés par rapport à d'autres études appliquant différentes techniques d'échantillonnage. En effet, d'autres ont prélevé des échantillons de microcomédons nasaux de patients acnéiques à l'aide de bandes adhésives. Cette technique de prélèvement est idéale pour identifier une population microbienne homogène ; cependant, il peut ne pas refléter spécifiquement la distribution microbienne présente dans les différents microenvironnements de l'acné55. Dans notre étude, le genre Cutabacterium était plus abondant à LA et NI qu'à HS. En conséquence, une augmentation significative de C. acnes a été observée dans LA par rapport à NI et HS. Ces résultats suggèrent que, bien que très répandue dans la peau des patients atteints d'HS et d'acné, l'abondance relative de C. acnes augmente de manière significative dans les LA enflammées par rapport à NI. Par conséquent, la prolifération de C. acnes dans LA peut potentiellement expliquer la prévalence de la maladie dans une partie de la population, malgré le portage universel du micro-organisme. Ces observations corroborent les résultats antérieurs suggérant que l'obstruction de l'unité pilo-sébacée et l'augmentation de la prolifération de C. acnes sont probablement des facteurs centraux dans l'apparition des lésions acnéiques inflammatoires63,64. Ceci est cohérent avec l'augmentation du nombre de C. acnes trouvée dans l'acné, qui, à son tour, est en corrélation avec les poussées d'acné chez les adolescents, avec des niveaux élevés d'hormones et de production de sébum65. En effet, les adolescents souffrant d'acné ont un nombre de C. acnes significativement plus élevé que les témoins du même âge, démontrant une augmentation marquée de ce micro-organisme, favorisant l'inflammation par divers mécanismes64,66,67. Des facteurs hôtes spécifiques, tels que la production de sébum, le niveau d'hormones, le milieu inflammatoire et les modifications physiques de l'unité pilo-sébacée, peuvent contribuer à la pathogenèse de l'acné, indiquant que certaines souches peuvent devenir pathogènes dans différentes conditions ou sous des stimuli environnementaux spécifiques16. Il a été suggéré que l'acné inflammatoire résulte d'un déséquilibre du microbiote cutané associé à des phylotypes spécifiques de C. acnes35,68. Notre étude a révélé que les complexes clonaux CC1 et CC3 étaient plus abondants dans LA que dans HS ; au lieu de cela, CC4, CC5 et CC6 n'étaient présents que dans HS. De plus, IA1 était significativement plus représenté dans LA que dans HS, et les phylotypes IB et II n'étaient retrouvés que dans la peau de HS. Les données de cette étude sont cohérentes avec les rapports précédents révélant que les lésions acnéiques inflammatoires sévères du visage et du dos sont associées à une perte de diversité des phylotypes de C. acnes, avec une forte prédominance du phylotype IA1 par rapport aux témoins sains38,69,70. Fitz-Gibbon et al., ont analysé la distribution des ribotypes de C. acnes (RT1, RT2, RT3) parmi les follicules acnéiques et normaux55, signalant que CC3 et CC4 du phylotype IA1 étaient significativement enrichis chez les patients souffrant d'acné mais rarement trouvés chez les personnes ayant une peau saine. En revanche, RT6, qui représente une sous-population de phylotype II, était associée à 99 % à une peau saine. Fait intéressant, les IB non associés à l'acné, de types II et III, sont également couramment récupérés à partir d'infections des tissus profonds et récupérés à partir de dispositifs médicaux16. La perte de diversité entre les six phylotypes, caractérisée par une dominance de IA1 plutôt que de prolifération de C. acnes, pourrait jouer un rôle clé dans le déclenchement de l'acné69,70,71,72,73. Comme C. acnes est le principal colonisateur cutané, l'analyse au niveau de la souche est importante pour aider à comprendre le rôle de cette bactérie dans la pathogenèse de l'acné et la santé de la peau. Le séquençage complet du génome de différentes souches provenant de sources environnementales variables, telles que l'acné vulgaire et les infections associées aux implants, a révélé le pan-génome et le répertoire génétique de C. acnes31,74,75,76. De plus, des analyses métagénomiques ont montré que plusieurs éléments génétiques distincts associés à la virulence qui codent pour des peptides antimicrobiens, des cytotoxines et des protéases étaient enrichis dans les souches de C. acnes associées à l'acné12. Le génome accessoire de C. acnes est relativement petit et les gènes non centraux codent fréquemment pour une variété de fonctions spécifiques au phylotype31,74,75. La variabilité au niveau du phylotype peut être corrélée avec le phénotype commensal ou pathogène de C. acnes et sa contribution à l'acné69. Dans notre étude, les analyses WGS ont montré que les facteurs CAMP étaient détectés dans toutes les souches. De plus, conformément aux observations précédentes, nous avons signalé que les principaux déterminants de la virulence sont répandus chez C. acnes et non spécifiquement associés à un site d'isolement ou au phylotype77. De même, nous avons observé que luxS et roxP, essentiels à l'adhérence et à la colonisation de la peau, étaient omniprésents dans toutes les souches de C. acnes et non associés à des génotypes spécifiques. La distribution élevée des gènes de virulence dans les isolats de C. acnes a été décrite précédemment, ce qui suggère que la régulation de la transcription peut être essentielle dans l'expression différentielle de la virulence parmi les phylotypes78,79,80. Néanmoins, l'analyse des groupes fonctionnels a montré que le phylotype IA1 était caractérisé par un nombre réduit de gènes du métabolisme des glucides et des transporteurs de sucre par rapport aux phylotypes IB/II. Ces données suggèrent que le transport et le métabolisme des glucides peuvent conférer à C. acnes un avantage écologique dans la peau saine mais ne sont pas strictement nécessaires à la colonisation sélective des lésions acnéiques inflammatoires. En effet, des études antérieures ont émis l'hypothèse d'un lien entre les niveaux élevés de sébum et la colonisation par C. acnes chez les patients acnéiques81. En conséquence, nous avons observé que les gènes de transport et de métabolisme des lipides sont augmentés dans les souches de phylotype IA1, par rapport aux phylotypes IB/II, indépendamment du site d'isolement. En effet, il est peu probable que les souches de phylotype IA1 isolées de LA aient, en soi, des propriétés différentes de celles des mêmes souches de phylotype issues de peau saine. En accord avec les publications précédentes, nous n'avons trouvé aucune différence dans les génomes et la production de biofilm des souches de phylotype IA1 isolées de l'acné et de la peau saine82. Des études futures sont nécessaires pour définir comment les gènes de virulence sont exprimés dans différents phylotypes. Une analyse d'imagerie antérieure a montré que la structure des microcomédons chez les patients acnéiques ressemble à une poche contenant des lipides avec des amas de bactéries, dont l'enveloppe externe comprend des couches de cornéocytes83. La colonisation bactérienne étendue est visible à l'aide de TEM83. Le métabolisme de C. acnes modifie la composition lipidique de la peau et les lipases bactériennes libèrent les acides gras libres des triglycérides. Les acides gras libres étant plus visqueux que les triglycérides, peuvent obstruer l'unité pilosébacée, qui à son tour devient anaérobie, favorisant la prolifération sélective du phylotype IA1 qui exploite mieux les microenvironnements riches en lipides de l'unité pilosébacée lors de l'acné par rapport aux autres phylotypes83,84,85. Les analyses des gènes uniques présents dans différents phylotypes nous ont permis d'identifier que sur 2769 gènes, cinq gènes avec des fonctions connues étaient présents de manière univoque sur tous les isolats IA1 (acsA, clpS, dppB, rcsB et ytpA). Notamment, le gène ytpA, qui code pour une lysophospholipase qui contribue à la dégradation et à l'inflammation des tissus de l'hôte, était présent dans tous les isolats IA1.

Pour surmonter ces difficultés, une meilleure compréhension du potentiel pathogène des sous-populations individuelles est nécessaire. De plus, d'autres ont émis l'hypothèse que la nature persistante de l'acné vulgaire est liée à la colonisation par C. acnes de l'unité pilo-sébacée dans un biofilm, échappant ainsi à l'éradication des antibiotiques40,86. Cette théorie a été étayée par l'observation que le génome des isolats IA1 contient des gènes tels que rcsB, acsA qui ont un rôle positif dans la formation de biofilm chez d'autres espèces bactériennes41,87,88,89. Plus précisément, l'analyse transcriptomique de Helicobacter pylori a révélé que plusieurs gènes du métabolisme de l'acétone, y compris acsA, sont régulés à la hausse dans les cellules du biofilm89. La voie du phosphorelay RcsCDB coordonne les expressions d'un grand nombre de gènes essentiels au maintien de l'intégrité de la paroi cellulaire, de la division cellulaire, de l'activité du facteur sigma en phase stationnaire, du développement du biofilm, de la motilité et de la virulence chez les Enterobacteriaceae90,91. RcsB régule à la hausse les gènes favorisant la formation de biofilm tout en régulant à la baisse différentes fonctions métaboliques chez Escherichia coli87,88. L'analyse comparative de la formation de biofilm in vitro a montré que le phylotype IA1 était significativement plus rapide dans la formation précoce de biofilm que les souches IB et II pour inhiber les microparticules magnétiques.

De plus, la quantification du biofilm a montré que les souches IA1 produisaient un biofilm significativement plus mature que les autres phylotypes, confirmant que l'ADN et les protéines sont nécessaires à l'adhésion précoce et à la formation du biofilm chez C. acnes39. De plus, nos résultats suggèrent qu'indépendamment du site d'isolement, toutes les souches produisent un biofilm ; cependant, le phylotype IA1, qui est le plus répandu dans l'AP, s'est avéré le plus efficace. Cette notion est indirectement renforcée par les résultats de microscopie confocale, qui montrent clairement le développement d'une matrice de biofilm épaisse et structurellement complexe dans le phylotype IA1. De plus, les tests de sensibilité à la DNase I et à la protéinase K ont révélé que l'ADNe et les protéines jouent un rôle central dans l'adhérence précoce de la surface aux surfaces abiotiques, l'ADNe jouant un rôle majeur. En outre, une sensibilité accrue à la DNase I des phylotypes IB/II a pu être observée. Ainsi, chez les patients acnéiques, un microenvironnement hyperséborrhéique, caractérisé par une grande disponibilité de sébum, peut entraîner une augmentation de la proportion de souches productrices de biofilm métaboliquement actives, procurant un avantage sélectif à un sous-ensemble de phylotypes ou sous-types associés à l'acné, contribuant ainsi au milieu pro-inflammatoire des lésions acnéiques54,65.

Bien que les antibiotiques puissent réduire ou éliminer C. acnes, la recolonisation se produit fréquemment en quelques semaines, avec une efficacité clinique limitée44. La haute tolérance de C. acnes aux traitements antimicrobiens ne dépend pas de l'expression de gènes multirésistants puisque C. acnes est généralement sensible à la plupart des antimicrobiens44,92. À l'inverse, la capacité de persistance chronique et de rechute de C. acnes après une antibiothérapie est fortement évocatrice d'une colonisation liée au biofilm9,93. Ces résultats concordent avec nos résultats montrant que tous les isolats de C. acnes étaient très sensibles à la plupart des antibiotiques, avec des valeurs de CMI largement inférieures aux seuils cliniques. Cependant, le profil de sensibilité des souches de C. acnes à biofilm a indiqué une augmentation significative de la tolérance aux antimicrobiens contre l'ampicilline, la benzylpénicilline, la clindamycine et la doxycycline. Pour le traitement systémique, les tétracyclines orales (doxycycline, minocycline, oxytétracycline ou tétracycline) sont les antibiotiques les plus recommandés pour traiter l'acné sévère, suivies de la clindamycine en raison des effets indésirables pertinents9 ; tandis que les traitements antibiotiques topiques reposent principalement sur la clindamycine, l'érythromycine et la tétracycline9. Ces observations peuvent expliquer la haute tolérance de C. acnes au traitement antimicrobien et les preuves contradictoires sur le bénéfice clinique de l'utilisation d'anti-C. agents acnes, même dans les cas où le traitement était basé sur les résultats de la CMI44. En outre, nous avons constaté que la vancomycine, la pipéracilline/tazobactam et l'amoxicilline/acide clavulanique pouvaient éradiquer efficacement les biofilms matures de C. acnes, avec un BMIC similaire au MIC. L'antibiotique le plus courant et le plus efficace contre C. acnes chez les patients atteints d'endocardite sur prothèse valvulaire était la vancomycine94,95. De plus, nous avons constaté que les isolats de C. acnes étaient très sensibles aux carbapénèmes dans les états planctoniques et de biofilm. Des recherches antérieures ont montré que les carbapénèmes étaient très actifs in vitro et in vivo contre les souches de C. acnes isolées de l'endophtalmie post-chirurgicale96.

Notre étude souffre de certaines limites. En effet, l'analyse ici a été réalisée sur un petit groupe de patients. De plus, la condition in vitro pour les tests de biofilm peut ne pas être entièrement représentative des conditions réelles in vivo de l'unité pilo-sébacée des patients acnéiques. De plus, un seul isolat de C. acnes a été sélectionné chez chaque patient. Cette procédure peut ne pas avoir capturé toute la diversité des phylotypes de C. acnes dans la région faciale. Cependant, une publication récente démontre que les colonies de C. acnes provenant de la peau de sujets adultes sans acné vulgaire sont souvent très proches, suggérant la présence de populations spécifiques à la personne97. Ainsi, des recherches supplémentaires seront nécessaires pour déterminer si ces observations peuvent être transférées in vivo, et tout résultat clinique doit être interprété avec prudence.

Globalement, les résultats présentés dans cette étude indiquent que les lésions inflammatoires des patients acnéiques se caractérisent par une dysbiose et une diminution de la diversité bactérienne. Au niveau de l'espèce, C. acnes est significativement plus abondant dans LA que dans NI et HS. Les différences génotypiques et phénotypiques significatives entre les isolats de C. acnes étaient principalement dictées par le phylotype plutôt que par le site anatomique d'isolement. En particulier, les isolats IA1 étaient plus efficaces pour l'adhésion précoce, la production de biomasse et la tolérance aux antibiotiques que les autres phylotypes. Ainsi, nous émettons l'hypothèse que dans l'acné de l'adolescent, les modifications biochimiques et physiques de l'unité pilo-sébacée peuvent favoriser la dysbiose, offrant ainsi un avantage sélectif à un sous-ensemble de phylotypes produisant des biofilms métaboliquement actifs, tels que IA1, qui ont le potentiel et la virulence, pour surpasser les commensaux exacerbant la réponse inflammatoire98. En conséquence, la pathogenèse de l'acné chez les adolescents peut ne pas être causée par la simple présence d'un phylotype associé à la maladie, mais plutôt par la réponse de la communauté microbienne globale aux changements microenvironnementaux de l'unité pilo-sébacée. Les facteurs contribuant à la croissance de C. acnes par rapport aux concurrents lors de la progression des lésions acnéiques non enflammées vers les lésions acnéiques enflammées restent à élucider. Néanmoins, de nouveaux agents antimicrobiens ciblant les composants de la matrice du biofilm de C. acnes peuvent représenter des traitements potentiels pour moduler le microbiote cutané dans l'acné des adolescents.

Des patients présentant des lésions acnéiques sévères ont été recrutés parmi les sujets lors de leur premier accès à l'unité d'acné de l'Institut dermatologique de San Gallicano. Le groupe de contrôle était inscrit parmi les HS subissant des contrôles de taupe dans le même établissement. Le consentement éclairé a été obtenu de tous les participants et de leur représentant légal. Deux dermatologues ont évalué les scores de sévérité de l'acné et le classement clinique. L'intensité des manifestations cliniques a été évaluée sur les zones du visage selon les critères GEAS99. En bref, les sujets ont été classés comme non affectés (clairs) lorsqu'aucune ou très peu de lésions étaient cliniquement observables (0 ≤ GEAS < 1). Les scores GEA entre 1 et 2 étaient appelés groupe léger, les scores GEA 3 comme groupe modéré et les patients avec GEAS 4–5 étaient classés dans les groupes sévères. Les participants ont été invités à maintenir leurs routines de soins de la peau, à l'exception de l'interdiction d'utiliser des cosmétiques et des produits de soin hydratants le jour de l'inscription. Les critères d'inclusion étaient l'absence de maladies systémiques et de troubles cutanés autres que l'acné. Les critères d'exclusion étaient les traitements pharmacologiques oraux ou topiques lors de la première visite ou jusqu'à 2 semaines avant l'examen, le tabagisme et l'utilisation de lits de bronzage. L'étude a été menée conformément à la déclaration d'Helsinki et tous les patients inscrits ont signé un consentement éclairé. Le Comité central d'éthique IRCCS Lazio, la section des Istituti Fisioterapici Ospitalieri de Rome, a approuvé cette étude (Protocole 7679—21.06.2016, numéro de registre des essais 821/16).

Les échantillons ont été prélevés par des dermatologues avec des écouvillons stériles disponibles dans le commerce (écouvillons COPAN, Brescia, Italie) de la peau de 10 HS et de la peau et de la pustule non affectées de 10 patients acnéiques en double pour évaluer la présence de C. acnes et pour l'analyse du microbiome. Les écouvillons ont été apportés au laboratoire de microbiologie et de virologie de l'Institut San Gallicano pour analyse de culture et traités immédiatement dans une atmosphère anaérobie. Des plaques de Schaedler Agar with 5% Sheep Blood (bioMérieux) ont été utilisées pour isoler et cultiver C. acnes. Les plaques ont été surveillées pour la croissance bactérienne après 5 à 7 jours d'incubation anaérobie à 37 ° C. Jusqu'à sept colonies représentatives de C. acnes ont été préalablement identifiées par la morphologie des colonies et la coloration de Gram. Une identification plus poussée des isolats de C. acnes a été réalisée par spectrométrie de masse MALDI-TOF. Les isolats positifs ont été sous-cultivés sur des plaques de gélose Schaedler pour obtenir une culture pure de C. acnes. De chaque culture, l'ADN bactérien a été obtenu et l'analyse de séquence (ABI PRISM 3130xl Genetic Analyzer) du gène 16SrRNA a été utilisée pour confirmer l'identification bactérienne100. Dans le même temps, le phylotype a été préalablement identifié par Touch-down PCR101. Le phylotype le plus courant de chaque échantillon (détecté dans 85 à 100% des colonies) était considéré comme le type dominant. Un seul isolat représentatif de chaque phylotype dominant a été sélectionné pour une analyse plus approfondie. Les isolats de C. acnes ont été congelés et conservés à − 80 °C. La réaction co-hémolytique du facteur CAMP sur gélose au sang (bioMérieux) a été réalisée à l'aide de S. aureus souche ATCC 25923, selon la méthode précédente23.

L'ADN extrait a été amplifié par PCR avec des amorces à double index ciblant les régions V1-V3 du gène bactérien de l'ARNr 16S, en utilisant le kit ARROW pour NGS Microbiota solution A (ARROW Diagnostics) conformément aux instructions du fabricant. Un tube d'échantillon stérile ayant subi les mêmes procédures d'extraction d'ADN et d'amplification par PCR a été utilisé pour le contrôle qualité102. Avant le séquençage, les amplicons ont été purifiés à l'aide du système de purification PCR Agencourt® AMPure XP (Beckman Coulter, Milan, Italie), et des quantités égales (10 nM) de l'ADN de l'échantillon ont été regroupées et diluées pour atteindre une concentration de 4 nM. Enfin, 5 pM de la bibliothèque dénaturée ont été utilisés pour générer des séquences à l'aide du kit de réactif MiSeq 2 × 250 cycles (Illumina) sur un instrument Illumina MiSeq. Les données de séquençage ont été analysées à l'aide du système MicrobAT102,103. Au cours du traitement MicrobAT, les séquences démultiplexées montrant des lectures de longueur inférieure à 200 nucléotides, un score de qualité Phred moyen inférieur à 25 et au moins une base ambiguë ont été rejetées104. Les séquences résultantes ont été alignées à une similarité de séquence de 97 % et attribuées à des niveaux taxonomiques (par exemple, des espèces) à un seuil de classification de 80 % à l'aide du classificateur Ribosomal Database Project (RDP) (version 11.5)105. Les espèces qui ne répondaient pas à ces critères ont été assignées au groupe correspondant, « [genre] non classé ». La matrice d'observation biologique (BIOM) a été obtenue et l'analyse suivante a été effectuée dans le studio R (https://www.rstudio.com/; version 4.0.2) à l'aide du package phyloseq106. Les différences de communauté microbienne ont été mesurées en termes de diversité alpha et bêta après lecture de la raréfaction en profondeur. L'indice de Shannon et l'indice de Pielou ont été utilisés pour évaluer la diversité alpha, et la signification a été évaluée par le test de Kruskal Wallis. La diversité bêta de Bray Curtis a été calculée et la matrice de distance a été représentée par l'analyse des coordonnées principales (PCoA)107. La signification a été évaluée par l'analyse multivariée permutationnelle de la variance (PERMANOVA)108. Les abondances relatives bactériennes au niveau du phylum et du genre entre les groupes sélectionnés ont été examinées.

Les fichiers FASTQ, comprenant le contrôle qualité, le découpage, l'assemblage et l'annotation des gènes, ont été élaborés à l'aide de la suite Bactopia109. Le pan-génome a été obtenu en utilisant Roary110 sur les assemblages annotés. L'annotation fonctionnelle a été réalisée à l'aide d'EggNOG v5.0111 sur les séquences protéiques. Les phylotypes et les complexes clonaux ont été déterminés en interrogeant l'API de PubMLST (www.pubmlst.org) à l'aide de scripts Python personnalisés. L'analyse du génome entier des variants (SNP/indels) sur les souches IA1 et l'arbre phylogénomique a été obtenue comme décrit précédemment112. L'analyse indépendante du génome de base a été réalisée à l'aide de PIRATE113 sur les souches IA1 pour construire un arbre phylogénomique.

La production de biofilm a été évaluée à l'aide du test clinique BioFilm Ring Test (cBRT) avec quelques modifications114. En bref, des cultures bactériennes d'une nuit cultivées sur des plaques de gélose Schaedler + 5% de sang de mouton (bioMérieux, France) ont été utilisées pour inoculer 2 mL de solution saline à 0,45% (AirLife, Carefusion, CA, USA) à l'équivalent de 2,5 ± 0,3 McFarland standard de turbidité. La suspension bactérienne a été utilisée pour inoculer une plaque de polystyrène à 96 puits avec 200 μL/puits. Le test a été réalisé en utilisant une solution de toner (TON) (Biofilm Control, Saint Beauzire, France) contenant des billes magnétiques à 1% (v/v) mélangées dans du milieu Brain Heart Infusion (BHI, Difco, Detroit, MI, USA). Les dilutions d'échantillons (dilutions en série au 1/10, de 1 × 10–1 à 1 × 10–3) ont été réalisées dans un volume de 200 μL de mélange BHI/TON. La souche de laboratoire C. acnes ATCC 11827 a été incluse dans chaque test comme référence standard et contrôle de qualité. Un puits contenant le mélange BHI/TON sans cellules microbiennes a été utilisé dans chaque expérience comme contrôle négatif. Les plaques ont été incubées à 37°C sans agitation (culture statique) dans des conditions anaérobies. La formation de biofilm a été évaluée à différents moments. Après incubation, les puits ont été recouverts de quelques gouttes de liquide de contraste (huile opaque inerte utilisée), placés pendant 1 min sur le bloc portant 96 mini-aimants (Block test), et scannés avec un lecteur de plaque spécialement conçu (Pack BIOFILM, Biofilm Control, Saint Beauzire, France)115. Chaque souche a été analysée en double et les expériences ont été répétées trois fois.

La méthode du Biofilm Ring Test a été utilisée pour évaluer la fixation précoce en présence de DNase I (100 μg/mL) et de protéinase K (50 μg/mL)49,116. Des suspensions bactériennes standardisées contenant 1 vol % de billes magnétiques ont été additionnées de DNase (100 μg/mL) et de protéinase K (50 μg/mL) et incubées à 37 °C dans une microplaque à 96 puits (200 μL/puits). Les contrôles négatifs contenaient 200 μL de BHI stérile avec des billes magnétiques et des enzymes. La plaque a été lue après 6 h d'incubation, comme décrit ci-dessus. L'adhésion précoce en présence de DNase et de protéinase K a été exprimée en utilisant la différence relative (RD) :

L'analyse a été effectuée trois fois en double pour chaque échantillon.

Des plaques stériles en polystyrène à 96 puits ont été inoculées avec 200 μL d'une suspension bactérienne initiale (105 UFC/mL) dans du bouillon BHI incubé à 37 °C pendant 72 h dans des conditions anaérobies sans agitation. Comme décrit précédemment, la formation de biofilm a été testée en utilisant une coloration au cristal violet dans des plaques de microtitration à 96 puits114.

Les CMI ont été déterminées pour chaque souche en utilisant la méthode de microdilution en bouillon décrite précédemment116 et adaptée aux conditions de croissance spécifiques de C. acnes. Plus précisément, des souches de C. acnes cultivées sur des plaques de gélose Schaedler ont été inoculées dans 2 mL de solution saline à 0,45 % (Air Life, Carefusion, CA, États-Unis) pour obtenir une turbidité de 0,5 ± 0,1 McFarland standard de turbidité (environ 108 UFC/mL). Les échantillons ont été dilués au 1:100 dans du BHI et 100 μL de suspension bactérienne ont été ensemencés dans une plaque de polystyrène stérile à 96 puits contenant différents antibiotiques à des concentrations variables (Corning Inc., Corning, NY, USA). Des dilutions en série de deux fois l'amoxicilline/acide clavulanique, l'ampicilline, la benzylpénicilline, la clindamycine, la doxycycline, l'ertapénème, l'imipénème, le méropénème, la moxifloxacine, la pipéracilline/tazobactam, la tigécycline, la vancomycine ont été préparées. Après le traitement antibiotique, les cellules viables ont été déterminées par comptage sur plaque pour la détermination des UFC/mL. La CMI a été définie comme la concentration la plus faible d'un antibiotique empêchant la croissance bactérienne. Les expériences ont été menées en triple.

Pour chaque expérience, une culture d'une nuit de C. acnes cultivée sur une plaque de gélose au sang a été utilisée pour inoculer 2 mL de solution saline à 0,45 % à un standard de turbidité McFarland de 0,5 ± 0,1. Pour les cultures de biofilm, des suspensions cellulaires diluées (environ 106 UFC/mL) ont été utilisées pour inoculer une plaque à fond plat en polystyrène à 96 puits avec 100 mL de BHI. Après 24 h à 37 °C, dans des conditions anaérobies, les puits ont été rincés avec une solution saline à 0,45 % pour éliminer les bactéries non adhérentes. La plaque a été lavée trois fois avec de l'eau distillée et les cellules adhérentes ont été remises en suspension dans 100 ml de BHI additionné de dilutions en série doubles d'amoxicilline/acide clavulanique, ampicilline, benzylpénicilline, clindamycine, doxycycline, ertapénème, imipénème, méropénème, moxifloxacine, pipéracilline/tazobactam, tigécycline, vancomycine. Après une nuit de traitement, les antibiotiques ont été retirés et la plaque a été lavée deux fois avec 200 μL d'eau distillée stérile. Les biofilms ont été soigneusement grattés et le nombre total de cellules viables a été déterminé par dilution en série et étalement sur des plaques de gélose Schaedler pour estimer le nombre d'UFC. La MBEC a été définie comme la concentration la plus faible d'un agent antibiotique empêchant la croissance bactérienne.

Les ratios MBEC/MIC ont été calculés pour évaluer le score de tolérance au biofilm (BT), qui indique le facteur d'augmentation de la dose antimicrobienne nécessaire pour inhiber ou tuer les cellules de C. acnes dans le biofilm par rapport à la croissance planctonique116.

Des colonies de Cutibacterium acnes, cultivées pendant la nuit sur des plaques de gélose Schaedler, ont été utilisées pour inoculer 3 mL de solution saline à 0,45 % (Air Life, Carefusion, CA, USA) pour obtenir une turbidité de 2,5 ± 0,3 McFarland standard de turbidité correspondant approximativement à 1 × 108 UFC/mL. Les échantillons ont été dilués au 1:1000 et remis en suspension dans 1 mL de BHI dans une μ-Slide, 8 puits de lames de chambre à fond de verre (Ibidi, Allemagne). La suspension bactérienne a été incubée à 37 ° C pendant 72 h pour permettre la formation de biofilm. Ensuite, le milieu a été retiré et les échantillons ont été lavés dans une solution saline à 0,45 %. Selon les spécifications du fournisseur, les cellules du biofilm ont été colorées à l'aide du kit LIVE/DEAD BacLight (Life Technologies, New York, NY, USA)116 et examinées avec un microscope à balayage laser Zeiss LSM5 Pascal (Zeiss, Oberkochen, Allemagne) version 2.8 (Zeiss).

Les données ont été exprimées sous forme de moyenne ± erreur standard de la moyenne. L'analyse statistique a été effectuée en utilisant soit l'ANOVA avec Tukey post-hoc, soit Kruskal-Wallis avec les tests post-hoc de Dunn, suivie d'une correction appropriée de la valeur p. Pour la diversité bêta, PERMANOVA a été utilisé sur les matrices de distance Bray-Curtis. Les valeurs P de 0,05 ou moins ont été considérées comme statistiquement significatives. Le logiciel de statistiques IBM SPSS v.21 (IBM, Chicago, IL, USA) a été utilisé pour toutes les analyses statistiques.

Les auteurs déclarent que les données à l'appui des conclusions de cette étude sont disponibles dans l'article ou auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable. Les données de cette étude ont été déposées dans l'European Nucleotide Archive (ENA) de l'EMBL-EBI sous le numéro d'accession PRJEB55087 (https://www.ebi.ac.uk/ena/browser/view/PRJEB55087).

Tuchayi, MS et al. L'acné vulgaire. Nat. Rév. Dis. Apprêt. 1, 15029. https://doi.org/10.1038/nrdp.2015.29 (2015).

Article Google Scholar

Yentzer, BA et al. Acné vulgaire aux États-Unis : épidémiologie descriptive. Cutis 86, 94–99 (2010).

Google Scholar

McConnell, RC, Fleischer, AB, Williford, PM & Feldman, SR La plupart des traitements topiques à base de trétinoïne concernent l'acné vulgaire jusqu'à l'âge de 44 ans : une analyse de l'enquête nationale sur les soins médicaux ambulatoires, 1990-1994. Confiture. Acad. Dermatol. 38, 221-226 (1998).

Article CAS Google Scholar

Dreno, B., Bagatin, E., Blume-Peytavi, U., Rocha, M. & Gollnick, H. Type féminin d'acné adulte : Considérations et gestion physiologiques et psychologiques. J. Dtsch. Dermatol. Ges. J. Ger. Soc. Dermatol. 16, 1185–1194. https://doi.org/10.1111/ddg.13664 (2018).

Article Google Scholar

Bagatin, E. et al. Acné de la femme adulte : Guide de pratique clinique. Un. Bras. Dermatol. 94, 62–75. https://doi.org/10.1590/abd1806-4841.20198203 (2019).

Article Google Scholar

Perkins, AC, Cheng, CE, Hillebrand, GG, Miyamoto, K. & Kimball, AB Comparaison de l'épidémiologie de l'acné vulgaire chez les femmes caucasiennes, asiatiques, indiennes continentales et afro-américaines. J.Eur. Acad. Dermatol. Vénéréol. 2, 1054–1060. https://doi.org/10.1111/j.1468-3083.2010.03919.x (2011).

Article Google Scholar

Rocha, MA & Bagatin, E. Barrière cutanée et microbiome dans l'acné. Cambre. Dermatol. Rés. 310, 181–185. https://doi.org/10.1007/s00403-017-1795-3 (2018).

Article CAS Google Scholar

Kubota, Y. et al. Étude épidémiologique communautaire des effets psychosociaux de l'acné chez les adolescents japonais. J. Dermatol. 37, 617–622. https://doi.org/10.1111/j.1346-8138.2010.00855.x (2010).

Article Google Scholar

Williams, HC, Dellavalle, RP et Garner, S. Acné vulgaire. Lancet Lond. angl. 379, 361–372. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(11)60321-8 (2012).

Article Google Scholar

Bernales Salinas, A. Acné vulgaire : Rôle du système immunitaire. Int. J. Dermatol. 60, 1076–1081. https://doi.org/10.1111/ijd.15415 (2021).

Article Google Scholar

Cong, TX et al. De la pathogenèse de l'acné vulgaire aux agents anti-acnéiques. Cambre. Dermatol. Rés. 311, 337–349. https://doi.org/10.1007/s00403-019-01908-x (2019).

Article CAS Google Scholar

Barnard, E., Shi, B., Kang, D., Craft, N. & Li, H. L'équilibre des éléments métagénomiques façonne le microbiome cutané dans l'acné et la santé. Sci. Rep. 6, 39491. https://doi.org/10.1038/srep39491 (2016).

Article CAS Google Scholar

Suh, DH & Kwon, HH Quoi de neuf dans la physiopathologie de l'acné ?. Br. J. Dermatol. 172, 13–19. https://doi.org/10.1111/bjd.13634 (2015).

Article CAS Google Scholar

Dréno, B., Dagnelie, MA, Khammari, A. & Corvec, S. Le microbiome cutané : un nouvel acteur de l'acné inflammatoire. Suis. J.Clin. Dermatol. 21, 18–24. https://doi.org/10.1007/s40257-020-00531-1 (2020).

Article Google Scholar

Ramasamy, S., Barnard, E., Dawson, TL et Li, H. Le rôle du microbiote cutané dans la physiopathologie de l'acné. Br. J. Dermatol. 181, 691–699. https://doi.org/10.1111/bjd.18230 (2019).

Article CAS Google Scholar

Achermann, Y., Goldstein, EJC, Coenye, T. & Shirtliff, ME Propionibacterium acnes : du commensal au pathogène d'implant opportuniste associé au biofilm. Clin. Microbiol. Rév. 27, 419–440. https://doi.org/10.1128/CMR.00092-13 (2014).

Article Google Scholar

Zappe, B., Graf, S., Ochsner, PE, Zimmerli, W. & Sendi, P. Propionibacterium spp. dans les infections des prothèses articulaires : un défi diagnostique. Cambre. Orthop. Chirurgie traumatologique. 128, 1039–1046. https://doi.org/10.1007/s00402-007-0454-0 (2008).

Article Google Scholar

Zeller, V. et al. Propionibacterium acnes : agent d'infection et de colonisation des prothèses articulaires. J. Infecter. 55, 119-124. https://doi.org/10.1016/j.jinf.2007.02.006 (2007).

Article Google Scholar

Li, ZJ et al. Propionibacterium acnes active l'inflammasome NLRP3 dans les sébocytes humains. J. Investig. Dermatol. 134, 2747–2756. https://doi.org/10.1038/jid.2014.221 (2014).

Article CAS Google Scholar

Brüggemann, H. et al. La séquence complète du génome de Propionibacterium acnes, un commensal de la peau humaine. Sciences 305, 671–673. https://doi.org/10.1126/science.1100330 (2004).

Article CAS Google Scholar

Valanne, S. et al. Homologues du facteur CAMP chez Propionibacterium acnes : une nouvelle famille de protéines exprimée de manière différentielle par les types I et II. Microbiol. Lire l'angl. 151, 1369-1379. https://doi.org/10.1099/mic.0.27788-0 (2005).

Article CAS Google Scholar

Lwin, SM, Kimber, I. & McFadden, JP Acné, détection du quorum et danger. Clin. Exp. Dermatol. 39, 162–167. https://doi.org/10.1111/ced.12252 (2014).

Article CAS Google Scholar

Nakatsuji, T. et al. Le facteur CAMP de Propionibacterium acnes et la sphingomyélinase acide de l'hôte contribuent à la virulence bactérienne : cibles potentielles pour le traitement de l'acné inflammatoire. PLoS ONE 6, e14797. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0014797 (2011).

Article CAS Google Scholar

Bek-Thomsen, M., Lomholt, HB, Scavenius, C., Enghild, JJ & Brüggemann, H. Analyse du protéome de l'infundibula du follicule sébacé humain extrait d'une peau saine et affectée par l'acné. PLoS ONE 9, e107908. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0107908 (2014).

Article CAS Google Scholar

Thiboutot, DM, Layton, AM & Anne, EE IL-17 : Un acteur clé de la cascade inflammatoire de P. acnes ?. J. Investig. Dermatol. 134, 307–310. https://doi.org/10.1038/jid.2013.400 (2014).

Article CAS Google Scholar

Dessinioti, C. & Katsambas, AD Le rôle de Propionibacterium acnes dans la pathogenèse de l'acné : faits et controverses. Clin. Dermatol. 28, 2–7. https://doi.org/10.1016/j.clindermatol.2009.03.012 (2010).

Article Google Scholar

Kim, J. Examen de la réponse immunitaire innée dans l'acné vulgaire : l'activation du récepteur Toll-like 2 dans l'acné déclenche des réponses inflammatoires des cytokines. Dermatol. Bâle Suisse. 211, 193–198. https://doi.org/10.1159/000087011 (2005).

Article CAS Google Scholar

Kistowska, M. et al. L'IL-1β entraîne des réponses inflammatoires à Propionibacterium acnes in vitro et in vivo. J. Investig. Dermatol. 134, 677–685. https://doi.org/10.1038/jid.2013.438 (2014).

Article CAS Google Scholar

Dagnelie, MA, Khammari, A., Dréno, B. & Corvec, S. Typage moléculaire de Cutibacterium acnes : il est temps de normaliser la méthode. Clin. Microbiol. Infecter. 24, 1149–1155. https://doi.org/10.1016/j.cmi.2018.03.010 (2018).

Article CAS Google Scholar

McDowell, A. et al. Un schéma de typage séquentiel multilocus étendu pour Propionibacterium acnes : étude des souches « pathogènes », « commensales » et résistantes aux antibiotiques. PLoS ONE 7, e41480. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0041480 (2012).

Article CAS Google Scholar

Scholz, CFP, Jensen, A., Lomholt, HB, Brüggemann, H. & Kilian, M. Un nouveau schéma de typage de séquence à locus unique à haute résolution pour des populations mixtes de Propionibacterium acnes in vivo. PLoS ONE 9, e104199. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0104199 (2014).

Article CAS Google Scholar

Mayslich, C., Grange, PA & Dupin, N. Cutibacterium acnes en tant qu'agent pathogène opportuniste : Une mise à jour de ses facteurs associés à la virulence. Microorganismes. 9, 303. https://doi.org/10.3390/microorganisms9020303 (2021).

Article CAS Google Scholar

Salar-Vidal, L. et al. Analyse génomique de souches de Cutibacterium acnes isolées d'infections de prothèses articulaires. Microorganismes. 9, 1500. https://doi.org/10.3390/microorganisms9071500 (2021).

Article CAS Google Scholar

Dréno, B. et al. Cutibacterium acnes (Propionibacterium acnes) et acne vulgaris : un bref aperçu des dernières mises à jour. J.Eur. Acad. Dermatol. Vénéréol. 2, 5–14. https://doi.org/10.1111/jdv.15043 (2018).

Article Google Scholar

Paugam, C. et al. Phylotypes de Propionibacterium acnes et sévérité de l'acné : Une étude prospective observationnelle. J.Eur. Acad. Dermatol. Vénéréol. 31, e398–e399. https://doi.org/10.1111/jdv.14206 (2017).

Article CAS Google Scholar

Borrel, V. et al. Adaptation des souches acnéiques et non acnéiques de Cutibacterium acnes à l'environnement sébo-like. MicrobiologieOpen. 8, e00841. https://doi.org/10.1002/mbo3.841 (2019).

Article CAS Google Scholar

O'Neill, AM & Gallo, RL Interactions hôte-microbiome et progrès récents dans la compréhension de la biologie de l'acné vulgaire. Microbiome. 6, 177. https://doi.org/10.1186/s40168-018-0558-5 (2018).

Article Google Scholar

McDowell, A., Nagy, I., Magyari, M., Barnard, E. & Patrick, S. L'agent pathogène opportuniste Propionibacterium acnes : aperçu du typage, des maladies humaines, de la diversification clonale et de l'évolution du facteur CAMP. PLoS ONE 8, e70897. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0070897 (2013).

Article CAS Google Scholar

Kuehnast, T. et al. Analyses comparatives de la formation de biofilms parmi différents isolats de Cutibacterium acnes. Int. J. Med. Microbiol. 308, 1027-1035. https://doi.org/10.1016/j.ijmm.2018.09.005 (2018).

Article CAS Google Scholar

Brandwein, M., Steinberg, D. & Meshner, S. Biofilms microbiens et microbiome de la peau humaine. NPJ Biofilms Microbiomes 2, 3. https://doi.org/10.1038/s41522-016-0004-z (2016).

Article Google Scholar

Jahns, AC, Eilers, H., Ganceviciene, R. & Alexeyev, OA Espèce de Propionibacterium et activation des kératinocytes folliculaires dans les peaux acnéiques et normales. Br. J. Dermatol. 172, 981–987. https://doi.org/10.1111/bjd.13436 (2015).

Article CAS Google Scholar

Jahns, AC & Alexeyev, OA Distribution tridimensionnelle des biofilms de Propionibacterium acnes dans la peau humaine. Exp. Dermatol. 23, 687–689. https://doi.org/10.1111/exd.12482 (2014).

Article Google Scholar

Alexeyev, OA et al. Modèle d'invasion des tissus par Propionibacterium acnes dans l'acné vulgaire. J. Dermatol. Sci. 67, 63–66. https://doi.org/10.1016/j.jdermsci.2012.03.004 (2012).

Article Google Scholar

Zaenglein, AL et al. Lignes directrices de soins pour la gestion de l'acné vulgaire. Confiture. Acad. Dermatol. 74, 945-973.e33. https://doi.org/10.1016/j.jaad.2015.12.037 (2016).

Article Google Scholar

Dessinioti, C. & Katsambas, A. Propionibacterium acnes et résistance antimicrobienne dans l'acné. Clin. Dermatol. 35, 163–167. https://doi.org/10.1016/j.clindermatol.2016.10.008 (2017).

Article Google Scholar

Mongaret, C. et al. Etude du biofilm de Cutibacterium acnes lors de l'interaction des cellules osseuses. Microorganismes. 8, E1409. https://doi.org/10.3390/microorganismes8091409 (2020).

Article CAS Google Scholar

Brandwein, M., Steinberg, D. & Meshner, S. Biofilms microbiens et microbiome de la peau humaine. NPJ Biofilms Microbiomes. 2, 3. https://doi.org/10.1038/s41522-016-0004-z (2016).

Article Google Scholar

Jahns, AC, Eilers, H. & Alexeyev, OA Analyse transcriptomique des biofilms de Propionibacterium acnes in vitro. Anaérobie 42, 111–118. https://doi.org/10.1016/j.anaerobe.2016.10.001 (2016).

Article CAS Google Scholar

Tasse, J. et al. Association entre le phénotype de formation de biofilm et la lignée clonale dans les souches de Staphylococcus aureus d'infections osseuses et articulaires. PLoS ONE 13, e0200064. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0200064 (2018).

Article CAS Google Scholar

Mukherjee, S. et al. Les niveaux de sébum et d'hydratation dans des régions spécifiques du visage humain prédisent de manière significative la nature et la diversité du microbiome de la peau du visage. Sci. Rep. 6, 36062. https://doi.org/10.1038/srep36062 (2016).

Article CAS Google Scholar

Nakatsuji, T. et al. Les anticorps produits par les vaccins inactivés à base de Propionibacterium acnes exercent une immunité protectrice et atténuent la production d'IL-8 dans les sébocytes humains : pertinence pour le traitement de l'acné vulgaire. J. Investig. Dermatol. 128, 2451–2457. https://doi.org/10.1038/jid.2008.117 (2008).

Article CAS Google Scholar

Kim, J. Vaccins contre l'acné : option thérapeutique pour le traitement de l'acné vulgaire ?. J. Investig. Dermatol. 128, 2353–2354. https://doi.org/10.1038/jid.2008.221 (2008).

Article CAS Google Scholar

Brown, SK & Shalita, AR Acné vulgaire. Lancet Lond. angl. 351, 1871–1876. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(98)01046-0 (1998).

Article CAS Google Scholar

Liu, PF et al. Propionibacterium acnes dans la pathogenèse et l'immunothérapie de l'acné vulgaire. Courant. Médicament Metab. 16, 245–254. https://doi.org/10.2174/1389200216666150812124801 (2015).

Article CAS Google Scholar

Fitz-Gibbon, S. et al. Populations de souches de Propionibacterium acnes dans le microbiome de la peau humaine associées à l'acné. J. Investig. Dermatol. 133, 2152–2160. https://doi.org/10.1038/jid.2013.21 (2013).

Article CAS Google Scholar

Omer, H., McDowell, A. & Alexeyev, OA Comprendre le rôle de Propionibacterium acnes dans l'acné vulgaire : l'importance cruciale des méthodologies d'échantillonnage de la peau. Clin. Dermatol. 35, 118–129. https://doi.org/10.1016/j.clindermatol.2016.10.003 (2017).

Article Google Scholar

Li, CX, You, ZX, Lin, YX, Liu, HY et Su, J. Les différences de microbiome cutané sont liées au degré d'acné vulgaire. J. Dermatol. 46, 787–790. https://doi.org/10.1111/1346-8138.14952 (2019).

Article CAS Google Scholar

Kong, HH Les détails comptent : Concevoir des études sur le microbiome cutané. J. Investig. Dermatol. 136, 900–902. https://doi.org/10.1016/j.jid.2016.03.004 (2016).

Article CAS Google Scholar

Meisel, JS et al. Les enquêtes sur le microbiome cutané sont fortement influencées par la conception expérimentale. J. Investig. Dermatol. 136, 947–956. https://doi.org/10.1016/j.jid.2016.01.016 (2016).

Article CAS Google Scholar

Boxberger, M., Cenizo, V., Cassir, N. & La Scola, B. Défis dans l'exploration et la manipulation du microbiome de la peau humaine. Microbiome 9, 125. https://doi.org/10.1186/s40168-021-01062-5 (2021).

Article Google Scholar

Bjerre, RD et al. Effets de la stratégie d'échantillonnage et de l'extraction d'ADN sur les enquêtes sur le microbiome de la peau humaine. Sci. Rep. 9, 17287. https://doi.org/10.1038/s41598-019-53599-z (2019).

Article CAS Google Scholar

Ogai, K. et al. Une comparaison des techniques de collecte d'échantillons de microbiome cutané : écouvillonnage versus bande-décapage. Devant. Microbiol. 9, 2362. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.02362 (2018).

Article Google Scholar

Lavker, RM, Leyden, JJ & McGinley, KJ La relation entre les bactéries et la kératinisation folliculaire anormale dans l'acné vulgaire. J. Investig. Dermatol. 77, 325-330 (1981).

Article CAS Google Scholar

Leyden, JJ, McGinley, KJ & Vowels, B. Propionibacterium acnes colonization in acne and nonacne. Dermatologie (Bâle, Suisse) 196, 55–58. https://doi.org/10.1159/000017868 (1998).

Article CAS Google Scholar

Sardana, K., Gupta, T., Garg, VK & Ghunawat, S. Antibiorésistance à Propionibacterium acnes : scénario mondial, diagnostic et prise en charge. Expert Rev. Anti Infect. Là. 13, 883–896. https://doi.org/10.1586/14787210.2015.1040765 (2015).

Article CAS Google Scholar

Leyden, JJ, McGinley, KJ, Mills, OH et Kligman, AM Niveaux de Propionibacterium chez les patients avec et sans acné vulgaire. J. Investig. Dermatol. 65, 382–384. https://doi.org/10.1111/1523-1747.ep12607634 (1975).

Article CAS Google Scholar

Miura, Y. et al. PCR quantitative de l'ADN de Propionibacterium acnes dans des échantillons aspirés de follicules sébacés sur la peau normale de sujets avec ou sans acné. J. Med. Bosse. Sci. 57, 65-74 (2010).

Google Scholar

Dreno, B. et al. Microbiome cutané et acné vulgaire : Staphylococcus, un nouvel acteur de l'acné. Exp. Dermatol. 26, 798–803. https://doi.org/10.1111/exd.13296 (2017).

Article CAS Google Scholar

McLaughlin, J. et al. Propionibacterium acnes et acne vulgaris : nouvelles perspectives issues de l'intégration d'études génétiques des populations, multi-omiques, biochimiques et hôtes-microbes. Microorganismes 7, E128. https://doi.org/10.3390/microorganismes7050128 (2019).

Article CAS Google Scholar

Dagnelie, MA et al. Diminution de la diversité des phylotypes de Propionibacterium acnes chez les patients souffrant d'acné sévère sur le dos. Acta Derm. Vénéréol. 98, 262–267. https://doi.org/10.2340/00015555-2847 (2018).

Article CAS Google Scholar

Pécastaings, S. et al. Caractérisation des phylotypes de Cutibacterium acnes dans l'acné et évaluation exploratoire in vivo de la Myrtacine®. J.Eur. Acad. Dermatol. Vénéréol. JEADV 32, 15–23. https://doi.org/10.1111/jdv.15042 (2018).

Article CAS Google Scholar

Corvec, S., Dagnelie, MA, Khammari, A. & Dréno, B. Taxonomie et phylogénie de Cutibacterium (anciennement Propionibacterium) acnes dans les dermatoses inflammatoires. Anne. Dermatol. Vénéréol. 146, 26–30. https://doi.org/10.1016/j.annder.2018.11.002 (2019).

Article CAS Google Scholar

Dagnelie, MA et al. Perte de diversité des phylotypes de Cutibacterium acnes : un déclencheur du processus inflammatoire cutané. J.Eur. Acad. Dermatol. Vénéréol. JEADV 33, 2340–2348. https://doi.org/10.1111/jdv.15795 (2019).

Article CAS Google Scholar

Tomida, S. et al. Des analyses pan-génomiques et comparatives du génome de Propionibacterium acnes révèlent sa diversité génomique dans le microbiome cutané humain sain et malade. MBio 4, e00003-13 (2013).

Article Google Scholar

Scholz, CF et al. Stabilité du génome de Propionibacterium acnes : une étude approfondie des indels et des voies homopolymères. Sci Rep. 6, 20662. https://doi.org/10.1038/srep20662 (2016).

Article CAS Google Scholar

Brüggemann, H., Salar-Vidal, L., Gollnick, H. & Lood, R. Une bactérie à face janus : Rôles bénéfiques et néfastes pour l'hôte de Cutibacterium acnes. Devant. Microbiol. 12, 673845. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.673845 (2021).

Article Google Scholar

Cobian, N., Garlet, A., Hidalgo-Cantabrana, C. & Barrangou, R. Les analyses génomiques comparatives et la caractérisation CRISPR-Cas de Cutibacterium acnes donnent un aperçu de la diversité génétique et des applications de typage. Devant. Microbiol. 12, 758749. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.758749 (2021).

Article Google Scholar

Valanne, S. et al. Homologues du facteur CAMP chez Propionibacterium acnes : une nouvelle famille de protéines exprimée de manière différentielle par les types I et II. Microbiologie 151, 1369–1379. https://doi.org/10.1099/mic.0.27788-0 (2005).

Article CAS Google Scholar

Nakatsuji, T., Tang, DC, Zhang, L., Gallo, RL & Huang, CM Le facteur CAMP de Propionibacterium acnes et la sphingomyélinase acide de l'hôte contribuent à la virulence bactérienne : cibles potentielles pour le traitement de l'acné inflammatoire. PLoS ONE 6, e14797. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0014797 (2011).

Article CAS Google Scholar

Andersson, T. et al. Les bactéries cutanées courantes protègent leur hôte du stress oxydatif grâce à la sécrétion de RoxP antioxydant. Sci. Rep. 9, 3596. https://doi.org/10.1038/s41598-019-40471-3 (2019).

Article CAS Google Scholar

Leyden, JJ, McGinley, KJ, Mills, OH & Kligman, AM Changements liés à l'âge dans la flore bactérienne résidente du visage humain. J. Investig. Dermatol. 65, 379–381. https://doi.org/10.1111/1523-1747.ep12607630 (1975).

Article CAS Google Scholar

Lomholt, HB, Scholz, CFP, Brüggemann, H., Tettelin, H. & Kilian, M. Une étude comparative des clones d'acné Cutibacterium (Propionibacterium) de patients acnéiques et de témoins sains. Anaérobies 47, 57–63. https://doi.org/10.1016/j.anaerobe.2017.04.006 (2017).

Article CAS Google Scholar

Josse, G. et al. Forte colonisation bactérienne et activité lipasique dans les microcomédons. Exp. Dermatol. 29, 168–176. https://doi.org/10.1111/exd.14069 (2020).

Article CAS Google Scholar

Zouboulis, CC Propionibacterium acnes et lipogenèse sébacée : une relation amour-haine ?. J. Investig. Dermatol. 129, 2093-2096. https://doi.org/10.1038/jid.2009.190 (2009).

Article CAS Google Scholar

Huang, YC, Yang, CH, Li, TT, Zouboulis, CC & Hsu, HC Les extraits acellulaires de Propionibacterium acnes stimulent la production de cytokines par l'activation de p38 MAPK et du récepteur de type Toll dans les sébocytes SZ95. Vie Sci. 139, 123–131. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2015.07.028 (2015).

Article CAS Google Scholar

Burkhart, CN & Burkhart, CG Principe des biofilms en microbiologie comme facteur majeur dans la pathogenèse de l'acné vulgaire. Int. J. Dermatol. 42, 925–927. https://doi.org/10.1111/j.1365-4632.2003.01588.x (2003).

Article CAS Google Scholar

Lehti, TA, Heikkinen, J., Korhonen, TK & Westerlund-Wikström, B. Le régulateur de réponse RcsB active l'expression de Mat fimbriae dans les Escherichia coli méningitiques. J. Bactériol. Rév. 194 , 3475–3485. https://doi.org/10.1128/JB.06596-11 (2012).

Article CAS Google Scholar

Sharma, VK et al. La perturbation de rcsB par une séquence dupliquée dans un Escherichia coli O157: H7 producteur de curli entraîne une expression génétique différentielle en relation avec la formation de biofilm, les réponses au stress et le métabolisme. BMC Microbiol. 17, 56. https://doi.org/10.1186/s12866-017-0966-x (2017).

Article CAS Google Scholar

Hathroubi, S., Hu, S. & Ottemann, KM Exigences génétiques et transcriptomique de la formation de biofilms d'Helicobacter pylori sur des surfaces abiotiques et biotiques. NPJ Biofilms Microbiomes 6, 56. https://doi.org/10.1038/s41522-020-00167-3 (2020).

Article CAS Google Scholar

Latasa, C. et al. Le développement du biofilm de Salmonella dépend du statut de phosphorylation de RcsB. J. Bactériol. 194, 3708–3722. https://doi.org/10.1128/JB.00361-12 (2012).

Article CAS Google Scholar

Howery, KE, Clemmer, KM et Plutôt, PN Le régulon Rcs chez Proteus mirabilis : Implications pour la motilité, la formation de biofilms et la virulence. Courant. Genet. 62, 775–789. https://doi.org/10.1007/s00294-016-0579-1 (2016).

Article CAS Google Scholar

Oprica, C., Nord, CE, Groupe d'étude ESCMID sur la résistance aux antimicrobiens chez les bactéries anaérobies. Etude européenne de surveillance de la sensibilité aux antibiotiques de Propionibacterium acnes. Clin. Microbiol. Infecter. 11, 204-213. https://doi.org/10.1111/j.1469-0691.2004.01055.x (2005).

Article CAS Google Scholar

Coenye, T., Spittaels, KJ & Achermann, Y. Le rôle de la formation de biofilm dans la pathogenèse et la sensibilité aux antimicrobiens de Cutibacterium acnes. Biofilm 4, 100063. https://doi.org/10.1016/j.bioflm.2021.100063 (2022).

Article CAS Google Scholar

Banzon, JM et al. Endocardite à Propionibacterium acnes : Une série de cas. Clin. Microbiol. Infecter. 23, 396–399. https://doi.org/10.1016/j.cmi.2016.12.026 (2017).

Article CAS Google Scholar

Verkaik, NJ, Schurink, CAM & Melles, DC Traitement antibiotique de l'endocardite à Propionibacterium acnes. Clin. Microbiol. Infecter. Dis. 24, 209. https://doi.org/10.1016/j.cmi.2017.07.024 (2018).

Article CAS Google Scholar

Shames, R., Satti, F., Vellozzi, EM & Smith, MA Susceptibilités des isolats ophtalmiques de Propionibacterium acnes à l'ertapénème, au méropénème et au céfépime. J.Clin. Microbiol. 44, 4227–4228. https://doi.org/10.1128/JCM.00722-06 (2006).

Article CAS Google Scholar

Conwill, A. et al. L'anatomie favorise la coexistence neutre des souches dans le microbiome de la peau humaine. Microbe hôte cellulaire. 30, 171-182.e7. https://doi.org/10.1016/j.chom.2021.12.007 (2022).

Article CAS Google Scholar

Smith, RN, Braue, A., Varigos, GA et Mann, NJ L'effet d'un régime à faible charge glycémique sur l'acné vulgaire et la composition en acides gras des triglycérides de surface de la peau. J. Dermatol. Sci. 50, 41–52. https://doi.org/10.1016/j.jdermsci.2007.11.005 (2008).

Article CAS Google Scholar

Dréno, B. et al. Développement et évaluation d'une échelle globale de sévérité de l'acné (échelle GEA) adaptée à la France et à l'Europe. J.Eur. Acad. Dermatol. Vénéréol. 25, 43–48. https://doi.org/10.1111/j.1468-3083.2010.03685.x (2011).

Article Google Scholar

Di Domenico, EG et al. Identification erronée de Streptococcus uberis en tant qu'agent pathogène humain : rapport de cas et revue de la littérature. Int. J. Infecter. Dis. IJID. 33, 79–81. https://doi.org/10.1016/j.ijid.2015.01.002 (2015).

Article Google Scholar

Barnard, E. et al. Multiplex touchdown PCR pour le typage rapide du pathogène opportuniste Propionibacterium acnes. J.Clin. Microbiol. 53, 1149–1155. https://doi.org/10.1128/JCM.02460-14 (2015).

Article CAS Google Scholar

Posteraro, P. et al. Première infection sanguine causée par Prevotella copri chez un patient âgé souffrant d'insuffisance cardiaque avec un microbiote intestinal dominé par Prevotella : à propos d'un cas. Pathogène intestinal. 11, 44. https://doi.org/10.1186/s13099-019-0325-6 (2019).

Article CAS Google Scholar

Cutuli, SL et al. Le COVID-19 influence la dynamique du microbiote pulmonaire et favorise l'émergence de maladies infectieuses rares : à propos d'un cas de pneumonie à Hafnia Alvei. J. Crit. Soins 64, 173–175. https://doi.org/10.1016/j.jcrc.2021.04.008 (2021).

Article CAS Google Scholar

Ewing, B., Hillier, L., Wendl, MC & Green, P. Appel de base de traces de séquenceur automatisé à l'aide de Phred. I. Évaluation de la précision. Génome Res. 8, 175–185. https://doi.org/10.1101/gr.8.3.175 (1998).

Article CAS Google Scholar

Cole, JR et al. Projet de base de données ribosomique : données et outils pour l'analyse d'ARNr à haut débit. Nucleic Acids Res. 42, 633–642. https://doi.org/10.1093/nar/gkt1244 (2014).

Article CAS Google Scholar

McMurdie, PJ & Holmes, S. phyloseq : un package R pour une analyse interactive reproductible et des graphiques des données de recensement du microbiome. PLoS ONE 8, e61217. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0061217 (2013).

Article CAS Google Scholar

Lozupone, CA, Hamady, M., Kelley, ST & Knight, R. Les mesures quantitatives et qualitatives de la diversité bêta conduisent à des informations différentes sur les facteurs qui structurent les communautés microbiennes. Appl. Environ. Microbiol. 73, 1576-1585. https://doi.org/10.1128/AEM.01996-06 (2007).

Article CAS Google Scholar

Anderson, MJ Analyse multivariée permutationnelle de la variance (PERMANOVA). Wiley StatsRef : Référence statistique en ligne https://doi.org/10.1002/9781118445112.stat07841 (2017).

Petit, RA & Read, TD Bactopia : un pipeline flexible pour l'analyse complète des génomes bactériens. mSystems 5, e00190-20. https://doi.org/10.1128/mSystems.00190-20 (2020).

Article Google Scholar

Page, AJ et al. Roary : Analyse rapide à grande échelle du pan génome procaryote. Bioinformer. Oxf. angl. 31, 3691–3693. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btv421 (2015).

Article CAS Google Scholar

Huerta-Cepas, J. et al. eggNOG 5.0 : Une ressource d'orthologie hiérarchique, fonctionnellement et phylogénétiquement annotée basée sur 5090 organismes et 2502 virus. Nucleic Acids Res. 47, 309-314. https://doi.org/10.1093/nar/gky1085 (2019).

Article CAS Google Scholar

Seemann, T. snippy : appel de variantes bactériennes rapides à partir de lectures NGS (accès le 29 septembre 2022) ; https://github.com/tseemann/snippy (2015).

Bayliss, SC et al. PIRATE : Une boîte à outils pangénomique rapide et évolutive pour regrouper des orthologues divergents dans les bactéries. Gigascience. 8, giz119. https://doi.org/10.1093/gigascience/giz119 (2019).

Article CAS Google Scholar

Di Domenico, EG et al. Développement d'un test in vitro, basé sur le BioFilm Ring Test®, pour le profilage rapide des bactéries en croissance de biofilm. Devant. Microbiol. 7, 1429. https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.01429 (2016).

Article Google Scholar

Di Domenico, EG et al. L'impact des biofilms bactériens sur les maladies des organes cibles et la mortalité chez les patients atteints d'hémopathies malignes développant une bactériémie. Microbiol. Spectre. 9, e0055021. https://doi.org/10.1128/Spectrum.00550-21 (2021).

Article Google Scholar

Sivori, F. et al. Rôle de l'ADN extracellulaire dans l'activité de la dalbavancine contre les biofilms de Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline (SARM) chez les patients atteints d'infections de la peau et des tissus mous. Microbiol. Spectre. 10, e0035122. https://doi.org/10.1128/spectrum.00351-22 (2022).

Article CAS Google Scholar

Télécharger les références

Microbiologie et virologie, IRCCS Institut San Gallicano, Rome, Italie

Ilaria Cavallo, Francesca Sivori, Martina Pontone & Fulvia Pimpinelli

Physiopathologie cutanée, Institut dermatologique San Gallicano, IRCCS, Rome, Italie

Mauro Truglio & Giorgia Cardinali

Département des sciences de laboratoire et des maladies infectieuses, Fondation hospitalo-universitaire "A. Gemelli" IRCSS, Rome, Italie

Flavio De Maio & Maurizio Sanguinetti

Département de biologie et de biotechnologie Charles Darwin, Université Sapienza de Rome, Rome, Italie

Federica Lucantoni, Fiorentina Ascenzioni & Enea Gino Di Domenico

Biofilm Pharma SAS, Saint-Beauzire, France

Thierry Bernardi

Département des sciences biotechnologiques fondamentales, soins intensifs et cliniques périopératoires - Section de microbiologie, Université catholique du Sacré-Cœur, Rome, Italie

Maurizio Sanguinetti

Dermatologie Clinique, Institut Dermatologique San Gallicano, IRCCS, Rome, Italie

Bruno Capitanio et Antonio Christaudo

Direction Scientifique, IRCCS Institut San Gallicano, Rome, Italie

Aldo Morrone

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

ED a conçu l'étude et rédigé l'article. MT, FD, MS, FP, TB, FA, AM et FP ont discuté des résultats et des implications et ont rédigé le manuscrit. FS, IC, GC, FL, MP, BC et ED ont réalisé les expériences. MT et FD ont effectué l'analyse statistique. BC, AM, AC et FP ont collecté, supervisé et interprété les données cliniques. Tous les auteurs ont analysé les données, révisé le manuscrit de manière critique et approuvé la version soumise.

Correspondance à Enea Gino Di Domenico.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

Libre accès Cet article est sous licence Creative Commons Attribution 4.0 International, qui permet l'utilisation, le partage, l'adaptation, la distribution et la reproduction sur tout support ou format, à condition que vous accordiez le crédit approprié à l'auteur ou aux auteurs originaux et à la source, fournissez un lien vers la licence Creative Commons et indiquez si des modifications ont été apportées. Les images ou tout autre matériel de tiers dans cet article sont inclus dans la licence Creative Commons de l'article, sauf indication contraire dans une ligne de crédit au matériel. Si le matériel n'est pas inclus dans la licence Creative Commons de l'article et que votre utilisation prévue n'est pas autorisée par la réglementation légale ou dépasse l'utilisation autorisée, vous devrez obtenir l'autorisation directement du détenteur des droits d'auteur. Pour voir une copie de cette licence, visitez http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Réimpressions et autorisations

Cavallo, I., Sivori, F., Truglio, M. et al. Dysbiose cutanée et biofilm de Cutibacterium acnes dans les lésions acnéiques inflammatoires de l'adolescent. Sci Rep 12, 21104 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-25436-3

Télécharger la citation

Reçu : 25 juillet 2022

Accepté : 29 novembre 2022

Publié: 06 décembre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-25436-3

Toute personne avec qui vous partagez le lien suivant pourra lire ce contenu :

Désolé, aucun lien partageable n'est actuellement disponible pour cet article.

Fourni par l'initiative de partage de contenu Springer Nature SharedIt

En soumettant un commentaire, vous acceptez de respecter nos conditions d'utilisation et nos directives communautaires. Si vous trouvez quelque chose d'abusif ou qui ne respecte pas nos conditions ou directives, veuillez le signaler comme inapproprié.